本发明涉及水果保鲜技术领域，具体涉及岩藻糖多糖在制备保鲜剂中的应用，还涉及其保鲜涂膜剂。
背景技术：
目前，国内外在果实保鲜领域采用的保鲜手段主要有物理和化学两大类，其原理首先是控制果实衰老进程，一般通过呼吸作用的控制来实现；其次通过对微生物的控制来实现；第三通过对内部水分蒸发的控制，主要通过控制环境的相对湿度和进行细胞间水分的结构化来实现。国内近几年果实贮藏技术主要有：机械制冷贮藏保鲜技术，气调贮藏保鲜技术，化学保鲜剂以及涂膜保鲜技术等。机械制冷贮藏保鲜是果实贮藏的主要方式之一，它的保鲜效果可满足一般保鲜需要，其缺点是能耗高，设备维护管理成本较高；气调保鲜的效果和贮藏时间都比较理想，但其设施费用高昂，成本高；化学保鲜剂如联苯、多菌灵等存在毒性副作用和溶剂残留问题。涂膜保鲜法是现今运用的越来越多的一种绿色、环保、健康、简便的贮藏保鲜法。涂膜保鲜通常是将蜡、天然树脂、脂类、明胶、多糖等成膜物质制成适当浓度的水溶液或乳化液，采用浸渍、涂膜等方法涂敷于果实表面，风干后形成一层薄薄的透明涂膜。它影响了果实的气体交换，形成一个微型气调环境，减少了水分蒸发，阻止了暴露于空气时的氧化作用，防止了微生物的大量生长繁殖。
岩藻多糖是一种含有稀有糖岩藻糖(fucose)单体结构的多糖，主要的获取来源包括植物提取法和微生物发酵法。植物提取法主要从褐藻和一些海洋无脊椎动物中提取，具有独特的结合有硫酸基团的水溶性多糖，也称褐藻多糖硫酸酯褐藻糖胶；微生物发酵法主要通过一些肠杆菌属的菌种发酵制备。通常微生物发酵产生的岩藻多糖中单体岩藻糖含量要远高于植物来源的岩藻多糖，是一种新型完全生物降解性高分子材料。作为一种多糖类高分子，fucopol具有良好的水溶性、生物降解性和生物可吸收性、安全无毒等优点。
前期研究中，我们分离出了一株kosakonia菌株，并将其鉴定为kosakoniasp.cctccm2018092，阐明了该菌株的全基因组序列和遗传特性(completegenomesequenceofkosakoniasp.straincctcc2018092,afucose-richexopolysaccharideproducer.songfengniu,2019)。但是并未对kosakoniasp.产生的荚膜胞外多糖开发安全、无毒、可降解的岩藻多糖涂料，以解决柑橘、红提、皇帝蕉等果实在贮藏过程中的保鲜问题，延长果实的贮藏期和货架期具有重要意义。
技术实现要素：
有鉴于此，本发明的目的之一在于提供岩藻糖多糖在制备保鲜剂中的应用，本发明的目的之二在于提供一种保鲜涂膜剂。
为达到上述目的，本发明提供如下技术方案：
1、岩藻糖多糖在制备保鲜剂中的应用，所述岩藻糖多糖mw为3.65×105da，l-岩藻糖、d-葡萄糖、d-半乳糖、d-葡萄糖醛酸和丙酮酸摩尔比为2.03:1.00:1.18:0.64:0.67。
优选的，所述岩藻糖多糖由kosakoniasp.cctccm2018092发酵制得。
优选的，所述岩藻糖多糖的结构式如下：
2、一种保鲜涂膜剂，由岩藻糖多糖，一水柠檬酸，甘油，氯化钙和水组成，所述岩藻糖多糖mw为3.65×105da，l-岩藻糖、d-葡萄糖、d-半乳糖、d-葡萄糖醛酸和丙酮酸摩尔比为2.03:1.00:1.18:0.64:0.67
优选的，所述保鲜涂膜剂各组分质量分数如下：岩藻糖多糖1～8％，一水柠檬酸0～3％，甘油0.1～1.0％，氯化钙0.25％，余量为水。
优选的，所述保鲜涂膜剂还含有抗坏血酸，ε-聚赖氨酸，那他霉素。
优选的，所述抗坏血酸的质量分数为0～1％、所述ε-聚赖氨酸的质量分数为0～1％、所述那他霉素的质量分数为0～1％。
3、所述的保鲜涂膜剂在水果保鲜中的应用。
优选的，所述水果保鲜为延长贮藏期，减小腐败损耗或降低水分丢失量中的应用。
更优选的，所述水果为柑橘、香蕉或红提。
本发明的有益效果在于：本发明利用岩藻多糖作为具有良好的水溶性、生物降解性和生物可吸收性的天然大分子多糖的优点，制备成保鲜涂膜剂，用于柑橘、香蕉等时令鲜果的保鲜，具有使用方便、保质期长、安全廉价的优点。
附图说明
为了使本发明的目的、技术方案和有益效果更加清楚，本发明提供如下附图进行说明：
图1为原始eps和ah-eps的gpc图。
图2为ah-eps完全酸水解产物分析(a：ah-eps的完全酸水解产物的hplc；b：ah-eps完全酸水解产物的gc-ms总离子流色谱图)。
图3为ah-eps在d2o中的1hnmr谱和13cnmr谱(a：1hnmr谱；b：13cnmr谱)。
图4为ah-eps的二维核磁波谱分析(a：2d1h/13chsqc谱；b：2d1h/13chmbc谱)。
图5为ah-eps的二维核磁波谱分析(a：2d1h/1hcoyy谱；b：2d1h/1hnoesy谱)。
图6为傅立叶红外光谱和差示扫描量热法分析(a：ah-eps的ft-ir光谱；b：dsc曲线)。
图7为在各种浓度的氢氧化钠溶液中，刚果红，刚果红 ah-eps和刚果红 葡聚糖络合物的最大吸峰的变化。
图8为ah-eps的主体结构。
图9为20℃储存条件下24天时柑橘外观变化(a：空白对照组；b：岩藻多糖涂膜组；c：岩藻多糖含抗菌涂膜组；d：化学试剂组(咪鲜胺))。
图10为20℃储存条件下，第10天香蕉外观变化(a：1d空白组；b：1d涂膜组；c：5d空白组；d：5d涂膜组；e：10d空白组果肉；f：10d涂膜组)。
图11为红提果实焉瘪情况。
具体实施方式
下面结合附图和具体实施例对本发明作进一步说明，以使本领域的技术人员可以更好的理解本发明并能予以实施，但所举实施例不作为对本发明的限定。
实施例1、微生物胞外多糖(eps)的制备
eps由kosakoniasp.cctccm2018092菌株在分批补料的条件下发酵生产，具体步骤如下：取kosakoniasp.cctccm2018092菌株在含30ml培养基的250ml摇瓶中于30℃、200rpm转速下培养20小时，然后30ml细菌培养液转移到15l大小的发酵罐中于30℃、300rpm条件进行预成长培养13小时(通气量1.5m3/h)。之后，取3l预生长的细菌液转移到50l发酵罐中(含30l培养基)进行分批补料发酵。根据残糖量使用蠕动泵在发酵开始13h后以0.9-3.8rpm的速率开始分批补入200g/l的葡萄糖溶液。发酵罐通气量为1.5m3/h，通过转速联动自动调节转速(300-550rpm)将溶氧浓度控制在10％以上。50l发酵罐的ph通过补入氢氧化钠控制在7.0，温度控制在30℃。培养过程中的各培养基组成见表1。
表1.kosakoniasp.cctccm2018092发酵产生胞外多糖的培养基成分
胞外多糖的提取：
方法1：第一条路线为发酵结束后，用硫酸将发酵液ph调至2.0，然后12000rpm高速离心20min去除菌体和硫酸钙；上清通过sevage法去除蛋白后，去离子水进行透析(截留分子量8000-14000mw)后冻干得原始发酵多糖(eps)，得率为13.5g/l。但由于菌体体积小，需要高速离心去除，不利于多糖的工业化大规模制备。
方法2：提取路线为发酵结束后，用硫酸将发酵液ph调至2.0，在80℃条件下水解4h。然后通过0.22μm陶瓷膜过滤去除菌体与硫酸钙，再用10kda截流量的超滤膜过滤去除色素等小分子。过滤浓相除蛋白后，透析(截留分子量8000-14000mw)并冻干得部分水解多糖(ah-eps)，得率为12.6g/l。
实施例2、ah-eps的结构鉴定
eps和ah-eps的重均分子量(mw)通过凝胶渗透色谱(gpc)进行测定。使用配备了plaquagel-ohmixed-h8μm色谱柱和示差检测器的pl-gpc50gpc集成系统(安捷伦)。在30℃下用0.1mnano3和500ppmnan3作为洗脱液分离具有适当浓度的样品。结果显示，产自kosakoniasp.cctccm2018092的eps是一种异质高分子量多糖，mw约为3.65×105da(mw/mn＝1.7)。ah-eps是均质的eps，平均质量为3.47×104da(mw/mn＝1.2)。由于ah-eps具有能大规模生产和具有同质性的优越之处，因此对ah-eps进行了全面的结构表征。
1、高效液相色谱(hplc)分析糖基组成
将ah-eps完全酸水解后测定其单体组成。纯化后的ah-eps(5mg/ml)溶于5ml纯化水中，加入0.1ml三氟乙酸后于120℃水解2h，除去三氟乙酸后，将样品溶解于10mm的硫酸中，进行hplc分析。高效液相色谱(hplc)分析条件为：xtimate(welch)sugar-hcolumn(7.8mm×300mm,5μm)色谱柱；柱温：40℃；流速：0.5ml/min；流动相：10mm硫酸；检测器：示差检测器(ri-201h)。通过将保留时间与各个单体标准品的保留时间进行比较来确定单体组成，结果如图2中a所示。结果显示，ah-eps由岩藻糖，葡萄糖，葡萄糖醛酸和半乳糖组成。
2、气相色谱-质谱(gc-ms)分析糖基组成
完全酸水解后进行缩硫醇-乙酸酯衍生化并使用gc-ms分析进一步证实了上述实验结果。即，精确称取14.6mg岩藻多糖溶解于0.5ml木糖溶液(8g/l)中，再加入3mltfa(2mol/l)，压盖后在120℃油浴中加热2小时，55℃条件下氮气吹干。加入2ml乙硫醇和1ml三氟乙酸，于25℃水浴中磁力搅拌25min。再于55℃条件下氮气吹干，然后加入4ml醋酸酐-吡啶混合物(1：1，v/v)，于55℃水浴中磁力搅拌5小时后取0.5ml氮气吹干后复溶于甲醇中，进样进行gc-ms分析。
gc-ms条件为：shimadzu(gcms-qp2010，日本)，rtx-5毛细管柱(0.25mm×30m)，汽化室温度为280℃，以高纯氦气为载气，流速为1ml/min；进样量为0.3ul。柱温升温程序：初始温度为80℃，保持2min，以15℃/min的速率升温到200℃，再以1℃的速率升温至210℃，以25℃/min的速率升温到280℃，保持6min。结果如图2中b所示。结果显示，ah-eps由岩藻糖，葡萄糖，葡萄糖醛酸和半乳糖组成，葡萄糖醛酸含量为14.62％，ah-eps中单糖的绝对构型经gc-ms分析三甲基甲硅烷基化的(-)-2-丁基糖苷经确定，同样发现ah-eps由l-岩藻糖，d-葡萄糖，d-半乳糖和d-葡萄糖醛酸组成。
通过gc-ms测定保留时间和分子中的离子碎片来确定糖醛酸的乙酰化，结果如表1所示，结果显示，ah-eps中的岩藻糖，葡萄糖，半乳糖和葡萄糖醛酸的摩尔比为2.03：1.00：1.18：0.64。
表1、糖醛酸的乙酰化
3、丙酮酸分析
在shimadzu(lc-16)hplc系统上使用紫外检测器(spd-16)在215nm波长下对ah-eps中的丙酮酸进行定量分析。将ah-eps(5.1mg)溶于3mtfa(4ml)中，并在120℃水解2h，样品在55℃的氮气中干燥，并重新溶于100ml流动相中，过滤后，将进样检测。检测条件：wondasilc18柱(250×4.6mm，5μm)，并在30℃下用含98％k2hpo4-h3po4(0.1mk2hpo4-h3po4，ph2.9)和2％meoh的缓冲液洗脱，流速为0.25ml/min。分析结果显示，丙酮酸的平均含量为6.82％。
4、甲基化分析
ah-eps的甲基化分析是使用传统方法并进行了一些修改。在甲基化之前，按照holzwarth和ogletree的研究，在95℃下加热ah-eps(5mg/ml的ah-eps溶液在1mm草酸，0.1m氯化钠，ph3.0条件下)2h除去丙酮酸。然后将溶液用naoh中和，用去离子水透析并冷冻干燥。此外，在甲基化之前应先将糖醛酸还原，通过用edc还原不含丙酮酸的ah-eps来制备还原了糖醛酸的ah-eps，具体是将ah-eps(5mg)添加到2ml75％thf-0.1mol/lmes溶液中，并使用10％et3n将ph值调节至4.75，再添加edc(20mg)后于环境温度搅拌1h。随后用2m醋酸溶液终止反应。反应液使用截留量3.5kda的透析袋透析24后，冷冻干燥。冻干样品复溶于1.0ml水中，加入0.5ml10％醋酸-甲醇溶液，氮气吹干以除去还原过程产生的硼酸，继续加入1.0ml10％醋酸-甲醇溶液，氮气吹干，重复3-4次。最后加入0.5ml甲醇，氮气吹干，重复3次，以保证硼酸除尽，得到糖醛酸还原样品后，60℃干燥5h用于甲基化分析。
将不含丙酮酸和糖醛酸的ah-eps(10mg)溶于0.1ml水中，然后将溶液转移至3mldmso中进行充分混合。然后水被2g3a分子筛吸收24小时。除去分子筛后，将样品用ch3i甲基化，并使用naoh作为dmso中的催化剂。然后将甲基化的产物在3mtfa中120℃水解2h，并在25℃下用nabh4还原12h。样品最后在55℃下用醋酸酐-吡啶(1：1，v/v)乙酰化5h，然后通过gc-ms分析，结果如表2所示。
表2、甲基化分析结果
apartiallymethylatedalditolacetate.
brelativetothe1,4-linked-fucoseresidue.
结果表明，ah-eps主要由1,4-连接的岩藻糖，1,3,4-连接的岩藻糖，1,3-连接的葡萄糖，1,3-连接的半乳糖和末端半乳糖组成，摩尔比为1：1.02：1.63：0.33：0.68，以及ah-eps链由岩藻糖残基c3处的唯一分支点组成。进一步根据先前的研究，丙酮酸被推导与末端半乳糖连接。
5、高碘酸氧化和smith降解
ah-eps(56mg)溶解于50ml高碘酸纳溶液(0.015m)中，并于4℃冰箱中保存。间隔12h取0.2ml溶液用纯化水定容至50ml，并稀释后溶液在233nm处的吸光度。待126h吸光度稳定后，向其中加入4ml乙二醇终止反应，取少量该水溶液用hplc分析甲酸。剩下的反应物使用纯化水透析(截留量8000mw)后冻干。向冻干产物中加入3ml硼氢化钠溶液(26g/l)室温下还原22h。还原后的产物加入2mltfa(3m)于120℃油浴中水解2h，氮气吹干后复溶于流动相中，进行hplc分析。
高效液相色谱(hplc)分析条件：xtimate(welch)sugar-hcolumn(7.8mm×300mm,5μm)色谱柱；柱温：40℃；流速：0.5ml/min；流动相：10mm硫酸；检测器：示差检测器(ri-201h)。进样体积：15μl。
结果表明存在葡萄糖，半乳糖和岩藻糖，并且葡萄糖，半乳糖和岩藻糖具有1→3键。乙二醇和赤藓糖醇的形成表明存在4-取代的糖基。1,2,3-丁三醇的存在表明ah-eps中存在1,4-二取代岩藻糖残基。
6、核磁共振波谱分析
将ah-eps
表3、ah-eps在d2o中的1hnmr谱和13cnmr谱
1h/13chsqc谱所示(图4，a)，有六个1h/13c信号(a-f，δ5.40/99.35、5.35/93.11、5.35/99.25、5.17/93.91、4.99/101.00、4.50/102.51ppm)归因于糖残基的异头质子(h-1)和异头碳(c-1)。超过δ4.9ppm的信号归因于α-异头质子，而在δ4.9-4.4ppm之间的信号属于β-异头质子。结合异头信号的耦合常数分析，确定残基a-e具有α-构型，残基f具有β-构型。残基g代表了丙酮取代基。在1h/13chmbc谱中(图4，b)，丙酮酸的甲基质子信号(1.45ppm)与102.04ppm处的13c信号耦合(丙酮酸的o–c–o基团)。结果表明，丙酮酸参与了包括o-4和o-6位置在内的六元环状缩酮形成。
通过1h/1hcosy，1h/1hnoesy，1h/13chsqc和1h/1htocsy实验完成了a–g残基的1h和13c化学位移的归属(表3)。残基b的c-4(78.78)和c-6(69.31)碳信号的低场移位表明它是1,4,6-α-d-galp。在1h/13chmbc谱中(图4，b)，岩藻糖的甲基质子在1.27ppm处显示出与岩藻糖c-4的三键耦合(δ79.80ppm)和岩藻糖c-5的两键耦合(δ67.41ppm)。岩藻糖的c-5进一步与残基c(δ5.35ppm)和残基e(δ4.99ppm)的异头质子偶联，表明残基c和e是岩藻糖残基(图5，a)。残基c中岩藻糖的c-4与残基e的异头质子偶联，这表明残基c为1,4-α-l-fucp，即存在→4)-α-l-fucp-(1→4)-α-l-fucp-(1→链接。类似地，残基e的c-4与残基f的异头质子偶联，即存在→3)-β-d-glcp-(1→4)-α-l-fucp-(1→4)-α-l-fucp-(1→链接。noesy谱(图5，b)显示在残基f的h-3与残基c的h-1之间的存在残基交叉峰，确定出fucp-(1→3)-glcp链接和→3)-β-d-glcp-(1→4)-α-l-fucp-(1→4)-α-l-fucp-(1→为重复的骨架单元。noesy谱中残基c的h-3，h-5和残基a的h-1之间的信号表明残基a链接在残基c的3号c上；残基a的h-4和残基d的h-1之间的信号表明残基d与残基a连接。结合积分和典型的化学位移归属，确定了残基d为α-d-glcpa，最后一个残基-残基b可能只与残基d相连。
7.傅立叶红外光谱和差示扫描量热法分析
ah-eps的ft-ir光谱和dsc曲线分别在shimadzuirpresting-21光谱仪和taq200热分析仪上测试。ft-ir在4000cm-1至400cm-1的扫描范围内进行，dsc在30℃至400℃的环境下以10°k/min的加热速率在空气氛围中进行。ah-eps的ft-ir光谱(图6，a)在3429cm-1处显示出强烈的峰，这归因于o-h的拉伸振动。1650和1575cm-1处的峰属于c＝o组的拉伸振动。在2928和2858cm-1处的峰是糖的特征峰，具体归因于c-h的拉伸振动。1097cm–1处的峰反映了c–o–h和c–o–c的拉伸振动，而885cm–1处的峰表明存在β-糖苷键。ah-eps的dsc曲线(图6，b)显示了在94.5℃处的宽吸热峰，这是脱水过程的结果。进一步升高温度，观察到最大在356.5℃的放热带。这可能是由于三维结构的变化和ah-eps的氧化引起的。
通过smith降解实验，甲基化分析和nmr分析鉴定出了ah-eps可能的结构构成，如图8所示，即为富含岩藻糖的胞外多糖。
8.刚果红实验
将4mg/mlah-eps溶液(2ml)与80μm刚果红(2ml)混合后在不同naoh浓度下(0.00m，0.05m，0.10m，0.15m，0.20m，0.25m，0.30m，0.35m，0.40m，0.45m和0.50m)反应10分钟。通过uv-vis分光光度计在400nm至800nm的范围内测量最大吸光度。另外，以添加有刚果红的葡聚糖(mw＝40,000da)溶液和没有任何多糖的刚果红溶液作为对照。
多糖链表现出不同的三维结构，如三重螺旋链，单个无规则卷曲链和无规则卷曲链。刚果红可以在碱性溶液中与三螺旋多糖形成特殊的复合物。随着naoh浓度的增加，最大吸收波长(λmax)将发生红移。如图7所示，在naoh浓度接近0.2m时，刚果红的λmax增大到最大值。而在有或没有葡聚糖的情况下，刚果红的λmax随naoh浓度的增加而逐渐减小，直至达到恒定值，该结果表明ah-eps具有三重螺旋链构象。
实施例3、岩藻多糖保鲜涂膜液的制备及应用
使用实施例1制备的富含岩藻糖的胞外多糖，按照表4的配方，分别制备岩藻多糖膜、岩藻多糖加抗菌剂膜的涂膜溶液，溶液配方中控制岩藻多糖的浓度范围为wt％＝1～8％以及甘油浓度范围为wt％＝0.1～1.0％。
表4、实验组别及其配方成分
应用1：柑橘果实的涂膜保鲜
本案例中使用的柑橘为北碚柑橘研究所提供的绵橙，挑选大小均一，无机械损伤的果实。实验组别和岩藻多糖涂膜配方成分见表4，将岩藻多糖膜剂按照配方比例进行调配。
柑橘的涂膜处理：
取生长状态良好的实验柑橘共900个，洗净称重并编号，分别按照对应方法进行处理，涂膜结束后放置于通风处晾干约1d，而后每4d取各个种类的柑橘10个进行品质的测试。20℃储存条件下柑橘外观的变化情况如图9。
结果表明，岩藻多糖抗菌涂膜组相比对照组，烂果率明显降低，降低20％以上。对总酸、vc含量检测发现岩藻多糖涂膜组相比化学试剂咪鲜胺，在总酸、vc含量上具有较大的优势。在20℃条件下，第24天时抗菌涂膜组比化学试剂组总酸含量高出45％以上、vc含量高出15％以上。表明岩藻多糖涂膜能有效延长柑橘的贮藏期，大幅减小了果实在贮藏中的腐败损耗。岩藻多糖涂膜对柑橘起到了良好的保鲜效果，与化学试剂组相比，岩藻多糖涂膜材料更为绿色、健康。
应用2：皇帝蕉的涂膜保鲜
使用岩藻多糖制备涂膜溶液，溶液配方为wt＝1-3％的岩藻多糖和wt％＝0.1-0.25％的甘油。选择市售新鲜皇帝蕉，去掉有明显机械伤痕的果子后，用剪刀剪成单根果实，将果子浸没在岩藻多糖溶液中3分钟，取出沥干后放置于20℃，rh＝94-96％的培养箱中。设置两个实验组别，每组果实数量为10根，整个试验期为10天，试验组别设计见表5，第10天香蕉外观变化如图10所示。
表5、试验设计
由图10可知，在实验过程中空白组的果肉变质发黑较涂膜组要快。在第五天时，空白组已出现较多的黑色斑点。在第十天时空白组的果肉均有不同程度的发黑、变质，坏果率达到100％，而涂膜组在第十天时仍旧有40％的好果率，且坏掉的果肉发黑程度较空白组低。结果表明岩藻多糖涂膜组对皇帝蕉的保鲜有较好效果。
应用3、红提果实的涂膜保鲜
使用岩藻多糖制备涂膜溶液，溶液配方为wt＝1-3％的岩藻多糖和wt％＝0.1-0.25％的甘油。选择市售新鲜红提果实，去掉有明显机械伤痕的果子后，用剪刀剪成单个颗粒果实，植物的茎部分保留在果子上。用清水稍加冲洗沥干后将果子浸没在岩藻多糖溶液中5分钟，取出沥干后放置于20℃，rh＝94-96％的培养箱中，放置果实前培养箱使用紫外灯照射15min。设置四个实验组别，每组果实数量为25粒，整个试验期为19天。试验组别设计见表6，隔日对各组果实拍照并记录失水果实数量，结果如图11所示。
表6、试验设计
由图11可知，隔日对各组果实拍照并记录失水果实数量。随着实验的进行，a、b两组的果实明显失水个数较多，且失水的程度要大于c、d两组，c、d两组的果实外观上光泽更好。在第19天时，a、b两组的果实超过90％都有干瘪情况发生，而有岩藻多糖涂膜的c、d两组在第19天时仍有超过40％的好果率。表明岩藻多糖涂膜组能够有效减缓红提果实在储存中的水分丢失，起到保鲜作用。
以上所述实施例仅是为充分说明本发明而所举的较佳的实施例，本发明的保护范围不限于此。本技术领域的技术人员在本发明基础上所作的等同替代或变换，均在本发明的保护范围之内。本发明的保护范围以权利要求书为准。
1.岩藻糖多糖在制备保鲜剂中的应用，其特征在于：所述岩藻糖多糖mw为3.65×105da，l-岩藻糖、d-葡萄糖、d-半乳糖、d-葡萄糖醛酸和丙酮酸摩尔比为2.03:1.00:1.18:0.64:0.67。
2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述岩藻糖多糖由kosakoniasp.cctccm2018092发酵制得。
3.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述岩藻糖多糖的结构式如下：
4.一种保鲜涂膜剂，其特征在于：由岩藻糖多糖，一水柠檬酸，甘油，氯化钙和水组成，所述岩藻糖多糖mw为3.65×105da，l-岩藻糖、d-葡萄糖、d-半乳糖、d-葡萄糖醛酸和丙酮酸摩尔比为2.03:1.00:1.18:0.64:0.67。
5.根据权利要求4所述的保鲜涂膜剂，其特征在于：所述保鲜涂膜剂各组分质量分数如下：岩藻糖多糖1～8％，一水柠檬酸0-3％，甘油0.1～1.0％，氯化钙0.25％，余量为水。
6.根据权利要求4所述的保鲜涂膜剂，其特征在于：所述保鲜涂膜剂还含有抗坏血酸，ε-聚赖氨酸，那他霉素。
7.根据权利要求6所述的保鲜涂膜剂，其特征在于：所述抗坏血酸的质量分数为0～1％、所述ε-聚赖氨酸的质量分数为0～1％、所述那他霉素的质量分数为0～1％。
8.权利要求4～7任一项所述的保鲜涂膜剂在水果保鲜中的应用。
9.根据权利要求8所述的应用，其特征在于：所述水果保鲜为延长贮藏期，减小腐败损耗或降低水分丢失量中的应用。
10.根据权利要求8或9所述的应用，其特征在于：所述水果为柑橘、香蕉或红提。
技术总结